دوره 16، شماره 4 - ( زمستان 1404 )
جلد 16 شماره 4 صفحات 73-64 |
برگشت به فهرست نسخه ها
Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
Tahouri L, Moravedji M, Abdollahpour G, Sadeghi Alavije J. (2025). Serological and Etiological Investigation for Diagnosing Bovine Leptospirosis in Markazi Province. Res Anim Prod. 16(4), 64-73. doi:10.61882/rap.2025.1540
URL: http://rap.sanru.ac.ir/article-1-1540-fa.html
URL: http://rap.sanru.ac.ir/article-1-1540-fa.html
طهوری لادن، مروجی میثم، عبداله پور غلامرضا، صادقی علویجه جواد.(1404). بررسی سرولوژیک و اتیولوژیک تشخیص لپتوسپیروز در گاوهای استان مرکزی پژوهشهاي توليدات دامي 16 (4) :73-64 10.61882/rap.2025.1540
1- گروه علوم درمانگاهی، واحد سنندج، دانشگاه آزاد اسلامی، سنندج، ایران
2- گروه بیماری های داخلی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه تهران، تهران، ایران
3- گروه کلینیکال پاتولوژی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه تهران، تهران، ایران
2- گروه بیماری های داخلی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه تهران، تهران، ایران
3- گروه کلینیکال پاتولوژی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه تهران، تهران، ایران
چکیده: (1296 مشاهده)
چکیده مبسوط
مقدمه و هدف: بیماری لپتوسپیروز که توسط سروتیپهای باکتری لپتوسپیرا اینتروگانس ایجاد میشود، یکی از خطرناکترین بیماریهای زئونوز بهشمار میرود که طیف وسیعی از نشانه های بالینی تحت حاد تا حاد را ایجاد میکند، میتواند سبب ناباروری، سقط جنین و کاهش تولید شود و خسارات اقتصادی زیادی به صنعت دامپروری کشور وارد نماید. تشخیص بیماری لپتوسپیروز، به دلیل مخاطرات بالقوه ی آن برای جوامع بشری، از اهمیت ویژه ای برخوردار است، زیرا این بیماری به راحتی توسط میزبانانی نظیر موش و سگ که در اغلب موارد به تعداد قابل توجهی در محیط های نگهداری دام ها پیدا می شوند، انتقال می یابد. اما از آن جایی که این بیماری قادر است علائمی بسیار گمراه کننده مانند زردی مخاطات، تورم غدد لنفاوی، التهاب عنبیه، خون شاش، ورم پستان، افت شدید تولید شیر و تغییر رنگ آن، سقط جنین، تولد گوساله های ضعیف، کاهش وزن و اختلال در باروری را در دام ها ایجاد کند، احتمال افزایش خطا در تشخیص بیماری را از سوی دامپزشکان مهیا می کند و به این ترتیب وضعیت سلامت جوامع انسانی را تحت تأثیر قرار می دهد. برای تشخیص آزمایشگاهی بیماری از روش های مختلفی مانند مشاهده مستقیم میکروسکوپی، کشت،PCR ، آزمایش آگلوتیناسیون میکروسکوپی(MAT) ، روش الیزا (ELISA) و ایمونوفلورسانس (IFA) می توان استفاده نمود. هدف از این تحقیق مطالعه بررسی سه روش سرولوژی، کشت و PCR در تشخیص لپتوسپیروز گاوها بود.
مواد و روش ها: در این مطالعه از 400 راس گاو که حداقل سابقه یکی از علائم لپتوسپیروز را داشتند، نمونه های خون و ادرار برداشت شدند. خونگیری از ورید وداج تحت شرایط بهداشتی انجام گرفت. از نمونه سرم خون برای آزمایش سرولوژی (MAT) استفاده شد. جداسازی سرم ها از لوله های حاوی لخته ی خون با قراردادن آنها در بنماری °C37 به مدت 20 دقیقه، و سانتریفیوژ با سرعت g ×3000 و به مدت 10 دقیقه انجام شد. به منظور حفظ سرم های جدا شده تا زمان شروع آزمایش MAT، سرم ها توسط سمپلر به میکروتیوب های استریل 2 میلی لیتری انتقال داده شدند تا در دمای °C20- نگهداری شوند. برای انجام روش تست استاندارد MAT، آنتی ژن مورد استفاده در این روش (لپتوسپیرا اینتروگانس) به مدت 7 الی 10روز در یک محیط کشت مایع کشت داده شد. میزان حجم لپتوسپیرای مورد استفاده توسط شمارش اتاقک ها مورد ارزیابی قرار گرفت و این حجم به نحوی تنظیم شد که در هر میلی لیتر، 108×2 لپتوسپیرا وجود داشته باشد. از نمونه های ادرار برای کشت ادرار و آزمایش PCR استفاده گردید. برای انجام آزمایش PCR، پرایمرهای باکتری لپتوسپیرا اینتروگانس مورد بررسی قرارگرفتند. گسترش واکنش های PCR در حجم های واکنش 25 میکرولیتری با استفاده از مسترمیکس آماده (شرکت BIOFACT، کره، ddH2O: 5.50 µL, Buffer: 12.50 µL, Forward primer: 1.00 µL, Reverse primer: 1.00 µL, DNA: 5.00 µL) انجام گرفت. حجم ادرار مورد نیاز 50 میلی لیتر بود که این حجم در بطری های حاوی 0/5 میلی لیتر فرمالدئید فیلترشده (μm 0/45) جمع آوری گردید. سپس به منظور انجام کشت و جداسازی باکتری لپتوسپیرا، 5 میکرولیتر از ادرار جمع آوری در محیط کشت اختصاصی باکتری (محیط کشت نیمه جامد EMJH) تلقیح شد. محیط های کشت حداقل به مدت 5 هفته در درمای °C30 انکوبه گردیدند و هر یک هفته در میان برای بررسی رشد لپتوسپیرا با استفاده از میکروسکوپ زمینه سیاه (DFM) مورد بررسی قرار گرفتند. دادهها با استفاده از آزمون کایاسکوئر و آزمون دقیق فیشر با استفاده از نرمافزار آماری (SPSS 23.0 (SPSS, Inc., Chicago, IL, USA 2007) تجزیه و تحلیل شدند. تفاوتهای معنیدار بین میانگینها در سطح معنیداری 0/05 > P در نظر گرفته شدند.
یافته ها: تست MAT در پنج راس گاو (1/2 درصد) مثبت بود. سروتیپ های ایکتروهموراژیه (2 راس= 40 درصد)، گریپوتیفوزا (2 راس=40 درصد) و کانیکولا (1 راس=20 درصد) شایع ترین بودند. هر پنج نمونه ای که تست MAT آنها مثبت اعلام شد، به علاوه تمام گاوهایی که علائم بالینی لپتوسپیرووز را داشتند کاندید انجام آزمایش PCR شدند که در این میان، نتیجه چهار راس گاو (1 درصد) مثبت شد. برای تمامی گاوهای مشکوک که تست MAT، PCR و علائم بالینی مثبت داشتند، از نمونه های ادرار، کشت تهیه شد. علی رغم آلودگی دو نمونه از محیط کشت ها به باکتری های محیطی، هیچ یک از دیگر محیط ها آلودگی نشان ندادند و رشد لپتوسپیرا در محیط ملاحظه نشد (صفر درصد). از آن جایی که حیواناتی که در مراحل اولیه بیماری هستند و سیستم ایمنی بدن آنها هنوز باکتری ها را از خون به طور کامل پاک نکرده است، باکتری ها ممکن است زمان کافی برای کلونیزاسیون در کلیه پیدا نکرده باشند و این منجر به نمونه ادرار منفی شده است. همچنین، باکتری لپتوسپیرا به بسیاری از آنتی بیوتیک ها حساس است (درمان آن داکسی سایکلین و آزیترومایسین است)، لذا در مواردی که دام بیماری دیگری دارد ممکن است این آنتی بیوتیک ها استفاده گردد، در نتیجه باعث از بین رفتن باکتری و منفی شدن کشت گردد.
نتیجه گیری: نتایج این پژوهش نشان دادند که شیوع آلودگی لپتوسپیرا در گاوهای استان مرکزی بسیار کمتر از دیگر مطالعات بود که به همین دلیل امکان مقایسه دقیق سه روش باهم امکان پذیر نبود، نکته جالب در این مطالعه، عدم همپوشانی تست های مثبت در دو روش MAT و PCR بود که به نظر می رسد مطالعات بیشتری برای مقایسه دقیقتر این دو روش ضروری است. با توجه به نتایج این پژوهش، روش کشت ادرار به دلیل طولانی بودن فرآیند آن و شرایط خاص کلونیزاسیون باکتری توصیه نمی گردد.
مقدمه و هدف: بیماری لپتوسپیروز که توسط سروتیپهای باکتری لپتوسپیرا اینتروگانس ایجاد میشود، یکی از خطرناکترین بیماریهای زئونوز بهشمار میرود که طیف وسیعی از نشانه های بالینی تحت حاد تا حاد را ایجاد میکند، میتواند سبب ناباروری، سقط جنین و کاهش تولید شود و خسارات اقتصادی زیادی به صنعت دامپروری کشور وارد نماید. تشخیص بیماری لپتوسپیروز، به دلیل مخاطرات بالقوه ی آن برای جوامع بشری، از اهمیت ویژه ای برخوردار است، زیرا این بیماری به راحتی توسط میزبانانی نظیر موش و سگ که در اغلب موارد به تعداد قابل توجهی در محیط های نگهداری دام ها پیدا می شوند، انتقال می یابد. اما از آن جایی که این بیماری قادر است علائمی بسیار گمراه کننده مانند زردی مخاطات، تورم غدد لنفاوی، التهاب عنبیه، خون شاش، ورم پستان، افت شدید تولید شیر و تغییر رنگ آن، سقط جنین، تولد گوساله های ضعیف، کاهش وزن و اختلال در باروری را در دام ها ایجاد کند، احتمال افزایش خطا در تشخیص بیماری را از سوی دامپزشکان مهیا می کند و به این ترتیب وضعیت سلامت جوامع انسانی را تحت تأثیر قرار می دهد. برای تشخیص آزمایشگاهی بیماری از روش های مختلفی مانند مشاهده مستقیم میکروسکوپی، کشت،PCR ، آزمایش آگلوتیناسیون میکروسکوپی(MAT) ، روش الیزا (ELISA) و ایمونوفلورسانس (IFA) می توان استفاده نمود. هدف از این تحقیق مطالعه بررسی سه روش سرولوژی، کشت و PCR در تشخیص لپتوسپیروز گاوها بود.
مواد و روش ها: در این مطالعه از 400 راس گاو که حداقل سابقه یکی از علائم لپتوسپیروز را داشتند، نمونه های خون و ادرار برداشت شدند. خونگیری از ورید وداج تحت شرایط بهداشتی انجام گرفت. از نمونه سرم خون برای آزمایش سرولوژی (MAT) استفاده شد. جداسازی سرم ها از لوله های حاوی لخته ی خون با قراردادن آنها در بنماری °C37 به مدت 20 دقیقه، و سانتریفیوژ با سرعت g ×3000 و به مدت 10 دقیقه انجام شد. به منظور حفظ سرم های جدا شده تا زمان شروع آزمایش MAT، سرم ها توسط سمپلر به میکروتیوب های استریل 2 میلی لیتری انتقال داده شدند تا در دمای °C20- نگهداری شوند. برای انجام روش تست استاندارد MAT، آنتی ژن مورد استفاده در این روش (لپتوسپیرا اینتروگانس) به مدت 7 الی 10روز در یک محیط کشت مایع کشت داده شد. میزان حجم لپتوسپیرای مورد استفاده توسط شمارش اتاقک ها مورد ارزیابی قرار گرفت و این حجم به نحوی تنظیم شد که در هر میلی لیتر، 108×2 لپتوسپیرا وجود داشته باشد. از نمونه های ادرار برای کشت ادرار و آزمایش PCR استفاده گردید. برای انجام آزمایش PCR، پرایمرهای باکتری لپتوسپیرا اینتروگانس مورد بررسی قرارگرفتند. گسترش واکنش های PCR در حجم های واکنش 25 میکرولیتری با استفاده از مسترمیکس آماده (شرکت BIOFACT، کره، ddH2O: 5.50 µL, Buffer: 12.50 µL, Forward primer: 1.00 µL, Reverse primer: 1.00 µL, DNA: 5.00 µL) انجام گرفت. حجم ادرار مورد نیاز 50 میلی لیتر بود که این حجم در بطری های حاوی 0/5 میلی لیتر فرمالدئید فیلترشده (μm 0/45) جمع آوری گردید. سپس به منظور انجام کشت و جداسازی باکتری لپتوسپیرا، 5 میکرولیتر از ادرار جمع آوری در محیط کشت اختصاصی باکتری (محیط کشت نیمه جامد EMJH) تلقیح شد. محیط های کشت حداقل به مدت 5 هفته در درمای °C30 انکوبه گردیدند و هر یک هفته در میان برای بررسی رشد لپتوسپیرا با استفاده از میکروسکوپ زمینه سیاه (DFM) مورد بررسی قرار گرفتند. دادهها با استفاده از آزمون کایاسکوئر و آزمون دقیق فیشر با استفاده از نرمافزار آماری (SPSS 23.0 (SPSS, Inc., Chicago, IL, USA 2007) تجزیه و تحلیل شدند. تفاوتهای معنیدار بین میانگینها در سطح معنیداری 0/05 > P در نظر گرفته شدند.
یافته ها: تست MAT در پنج راس گاو (1/2 درصد) مثبت بود. سروتیپ های ایکتروهموراژیه (2 راس= 40 درصد)، گریپوتیفوزا (2 راس=40 درصد) و کانیکولا (1 راس=20 درصد) شایع ترین بودند. هر پنج نمونه ای که تست MAT آنها مثبت اعلام شد، به علاوه تمام گاوهایی که علائم بالینی لپتوسپیرووز را داشتند کاندید انجام آزمایش PCR شدند که در این میان، نتیجه چهار راس گاو (1 درصد) مثبت شد. برای تمامی گاوهای مشکوک که تست MAT، PCR و علائم بالینی مثبت داشتند، از نمونه های ادرار، کشت تهیه شد. علی رغم آلودگی دو نمونه از محیط کشت ها به باکتری های محیطی، هیچ یک از دیگر محیط ها آلودگی نشان ندادند و رشد لپتوسپیرا در محیط ملاحظه نشد (صفر درصد). از آن جایی که حیواناتی که در مراحل اولیه بیماری هستند و سیستم ایمنی بدن آنها هنوز باکتری ها را از خون به طور کامل پاک نکرده است، باکتری ها ممکن است زمان کافی برای کلونیزاسیون در کلیه پیدا نکرده باشند و این منجر به نمونه ادرار منفی شده است. همچنین، باکتری لپتوسپیرا به بسیاری از آنتی بیوتیک ها حساس است (درمان آن داکسی سایکلین و آزیترومایسین است)، لذا در مواردی که دام بیماری دیگری دارد ممکن است این آنتی بیوتیک ها استفاده گردد، در نتیجه باعث از بین رفتن باکتری و منفی شدن کشت گردد.
نتیجه گیری: نتایج این پژوهش نشان دادند که شیوع آلودگی لپتوسپیرا در گاوهای استان مرکزی بسیار کمتر از دیگر مطالعات بود که به همین دلیل امکان مقایسه دقیق سه روش باهم امکان پذیر نبود، نکته جالب در این مطالعه، عدم همپوشانی تست های مثبت در دو روش MAT و PCR بود که به نظر می رسد مطالعات بیشتری برای مقایسه دقیقتر این دو روش ضروری است. با توجه به نتایج این پژوهش، روش کشت ادرار به دلیل طولانی بودن فرآیند آن و شرایط خاص کلونیزاسیون باکتری توصیه نمی گردد.
فهرست منابع
1. Abdollahpour, G. R., Shafighi, S. T., & SATARI, T. S. (2009). Serodiagnosis of leptospirosis in cattle in north of Iran, Guilan.
2. Abdollah, G., Ramin, A., & Sanajoo, D. (2016). Seroinvestigation of buffaloes leptospirosis in Urmia district. Animal Science Research, 26(2), 59-68.
3. Abdollahpour, G. (1995). Bovine Leptospirosis: With a Special Reference to Leptospira Interrogans Serovar Hardjo. University of Sydney.
4. Ahmed, S. A., Sandai, D. A., Musa, S., Hoe, C. H., Riadzi, M., Lau, K. L., & Tang, T. H. (2012). Rapid diagnosis of leptospirosis by multiplex PCR. The Malaysian Journal of Medical Sciences: MJMS, 19(3), 9.
5. Aqib, A. I., Ijaz, M., Farooqi, S. H., Shoaib, M., Kulyar, M. F.-A., & Yasmeen, K. (2019). Leptospirosis: Rising Nuisance for cattle and threat to public health. In Bacterial Cattle Diseases. IntechOpen. [DOI:10.5772/intechopen.82211]
6. Bal, A. E., Gravekamp, C., Hartskeerl, R. A., De Meza-Brewster, J., Korver, H., & Terpstra, W. J. (1994). Detection of leptospires in urine by PCR for early diagnosis of leptospirosis. Journal of Clinical Microbiology, 32(8), 1894-1898. [DOI:10.1128/jcm.32.8.1894-1898.1994]
7. Constable, P. D., Hinchcliff, K. W., Done, S. H., & Grünberg, W. (2016). Veterinary medicine: a textbook of the diseases of cattle, horses, sheep, pigs and goats. Elsevier Health Sciences.
8. Durham, P. J. K., & Paine, G. D. (1997). Serological survey for antibodies to infectious agents in beef cattle in northern South Australia. [DOI:10.1111/j.1751-0813.1997.tb14176.x]
9. Ebrahimi, A., Nasr, Z., & Kojouri, G. A. (2004). Seroinvestigation of bovine leptospirosis in Shahrekord district, central Iran. Australian Veterinary Journal, 75(2), 139-40
10. Esmaeili, S., Naddaf, S. R., Pourhossein, B., Hashemi Shahraki, A., Bagheri Amiri, F., Gouya, M. M., & Mostafavi, E. (2016). Seroprevalence of brucellosis, leptospirosis, and Q fever among butchers and slaughterhouse workers in south-eastern Iran. PloS One, 11(1), e0144953. [DOI:10.1371/journal.pone.0144953]
11. Froutani, P., Hamali, H., Jozani, R. J., Abdollahpour, G., Katayon, N., & Norsaadat, G. (2014). A survey on abortions caused by Leptospira spp. in sheep flocks located on the suburb of Tabriz-Iran. Wulfenia, 21(1), 134-144.
12. Gorbani, I., Hassanpour, A., & Hassanpour, A. (2016). Seroprevalence of Leptospira interrogans infection in the dairy cows in Mahabad area in Iran. International Journal of Advanced Life Sciences, 9(2), 212-216.
13. Haji Hajikolaei, M. R., Ghorbanpour, M., Gharibi, D., & Abdollapour, G. R. (2007). Serologic study on leptospiral infection in sheep in Ahvaz, southwestern Iran. Iranian Journal of Veterinary Research, 8(4), 333-336.
14. Hamali, H., Jafari Jozani, R., Nofouzi, K., Ashrafi Helan, J., & Jabbari, H. (2013). Prevalence survey of abortions caused by Leptospira, Brucella and Campylobacter spp. in the dairy cattle by molecular method. Iranian Veterinary Journal, 9(2), 51-59.
15. Hassanpour, A., Fartashvand, F., Abdollahpour, G., Mogaddam, G. A., Nadalian, M. G., & Sattari, S. (2007). Seroprevalence of leptospiral infection in dairy herds in Tabriz-Iran. Pajouhesh and Sazandegi, 74, 67-77.
16. Jafari Dehkordi, A., Shahbazkia, H., & Ronagh, N. (2011). Evaluation of pathogenic serovars of Leptospira interrogans in dairy cattle herds of Shahrekord by PCR. Iranian Journal of Microbiology, 3(3), 135-139.
17. Kabiri, F., Mahzounieh, M., Ebrahimi, K. A., & Mokhtari, A. (2016). Genomic identification of campylobacter fetus and leptospira introgans in aborted sheep fetuses in the selected provinces of Iran by PCR. Journal of Comparative Pathobiology, 13(2), 1917-1926.
18. Khalili, M., Sakhaee, E., Amiri, F. B., Safat, A. A., Afshar, D., & Esmaeili, S. (2020). Serological evidence of leptospirosis in Iran; A systematic review and meta-analysis. Microbial Pathogenesis, 138, 103833. [DOI:10.1016/j.micpath.2019.103833]
19. Lucchesi, P., Arroyo, G. H., Etcheverría, A. I., Parma, A. E., & Seijo, A. C. (2004). Recommendations for the detection of Leptospira in urine by PCR. Revista Da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, 37, 131-134. [DOI:10.1590/S0037-86822004000200003]
20. Maleki, S., Sookhtehzari, A., & Abdollahpour, G. (2015). Serodiagnosis of leptospirosis in Cattle in Khorramabad, west Iran. Bulletin of the Georgian National Academy of Sciences, 9, 173-176.
21. Nateghian, A., Hoseini, S., & Lavasani, A. (2012). Leptospirosis mimicking collagen vascular disease in a thirteen-year-old Iranian girl. Archives of Clinical Infectious Diseases, 7(2), e13948 [DOI:10.5812/archcid.13948]
22. Park, Y. G., Gordon, J. C., Bech-Nielsen, S., & Slemons, R. D. (1992). Factors for seropositivity to leptospirosis in horses. Preventive Veterinary Medicine, 13(2), 121-127. [DOI:10.1016/0167-5877(92)90096-X]
23. Radostits OM., CC, Gay., & KW, H. (2007). Veterinary Medicine - A Textbook of the Diseases of Cattle, Horses, Sheep, Pigs, and Goats. 10. ed. (10th ed.). Philadelphia: Saunders.
24. Ramin A. Gh., & Abdollahpour G., Azizzadeh F., Ghahramani P.3, M. A., and R. S. (2012). Seroepidemiological detection of antibodies against leptospira using microscopical agglutination test in Urmia cow and sheep. Iranian Veterinary Journal. 9(3), 54-61.
25. Rodrigues, C. G., Müller, E. E., & Freitas, J. C. D. (1999). Leptospirose bovina: sorologia na bacia leiteira da região de Londrina, Paraná, Brasil. Ciência Rural, 29, 309-314. [DOI:10.1590/S0103-84781999000200020]
26. Sakhaee, E., Abdollahpour, G.R., Bolourchi, M., Hasani Tabatabayi, A.M., & Sattari Tabrizi, S. (2007). Serologic and bacteriologic diagnosis of bovine leptospirosis in Tehran suburb dairy farms. Iranian Journal of Veterinary Research, 8(4), 325-332.
27. Silva, R. C. D., Costa, V. M. D., Shimabukuro, F. H., Richini-Pereira, V. B., Menozzi, B. D., & Langoni, H. (2012). Frequência de Leptospira spp. em ovinos abatidos em matadouros brasileiros e sua associação com variáveis epidemiológicas. Pesquisa Veterinária Brasileira, 32, 194-198. [DOI:10.1590/S0100-736X2012000300002]
28. Smith, B. P., Van Metre, D. C. & Pusterla, N. (2019). Large Animal Internal Medicine (Sixth Edit). Elsevier Health Sciences. Retrieved from https://www.sciencedirect.com/book/9780323554459/large-animal-internal-medicine#book-description
29. Szyfres, B. (1976). Leptospirosis as an animal and public health problem in Latin America and the Caribbean area. Bulletin of the Pan American Health Organization (PAHO); 10 (2), 1976.
30. Talebkhan Garousi, M., Vandyousefi, J., Familghadakchi, H., & Nowrouzian, I. (2003). A seroepidemiological survey of leptospiral infection in dairy cattle herds and their employees in Mashhad suburb in Iran. Journal of Veterinary Research, 58(1), 89-94.
31. Tooloei, M., Abdollapour, G., Karimi, H., & Hasanpor, A. (2008). Prevalence of serum antibodies against six leptospira serovars in sheep in Tabriz, Northwestern Iran. Journal of Buffalo Science, 3(3), 76-81 [DOI:10.6000/1927-520X.2014.03.03.2]
32. Turner, L. H. (1968). Leptospirosis II. Serology. [DOI:10.1016/0035-9203(68)90017-5]
33. Zakeri, S., Khorami, N., Ganji, Z. F., Sepahian, N., Malmasi, A.-A., Gouya, M. M., & Djadid, N. D. (2010). Leptospira wolffii, a potential new pathogenic Leptospira species detected in human, sheep and dog. Infection, Genetics and Evolution, 10(2), 273-277. [DOI:10.1016/j.meegid.2010.01.001]
34. Zakeri, S., Sepahian, N., Afsharpad, M., Esfandiari, B., Ziapour, P., & Djadid, N. D. (2010). Molecular epidemiology of leptospirosis in northern Iran by nested polymerase chain reaction/restriction fragment length polymorphism and sequencing methods. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 82(5), 899. [DOI:10.4269/ajtmh.2010.09-0721]
ارسال پیام به نویسنده مسئول
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
